سوالات متداول

مقدار DNA کم است

1. شرایط نامناسب ذخیره سازی نمونه

– لطفاً به رهنمودهای تهیه نمونه مراجعه کنید.

2. لیز کافی نیست

– مقدار بسیار زیاد نمونه اولیه به عملکرد پایین DNA منجر می شود.

– مطمئن شوید که پس از افزودن بافر لیز و RJ-Protease ، پالس ورتکس را انجام داده اید.

– مخلوط نمونه و بافر لیز را برای 15-20 دقیقه اضافی در 56 درجه سانتیگراد انکوبه کنید.

– اطمینان از مخلوط کردن نمونه به طور کامل قبل از مرحله انکوبه.

3. تعداد کمی سلول در نمونه وجود دارد

– آزمایش را با نمونه های جدید انجام دهید.

4. ری ایجنت ها به درستی استفاده نشده اند

– بافر را طبق پروتکل آماده کنید.

– اطمینان حاصل کنید که اتانول به BWB1 و BWB2 اضافه شده است.

– روش را با یک نمونه جدید تکرار کنید.

5. اتانول از بافر شستشو در حالت شستشو وجود دارد

– قبل از مرحله هیدراتاسیون ، سانتریفیوژ دیگری انجام دهید تا از اتانول در ستون باقی نماند.

– شستشوی DNA ناقص است.

– با افزودن یک بافر 50-50 میکرولیتر مجدداً به ستون و انکوبه در دمای اتاق قبل از سانتریفیوژ ، یک بار دیگر هیدراتراسیون را انجام دهید.

– بررسی کنید که تمام مراحل قبلی به درستی انجام شده است.

6. DNA به طور نامناسب شسته شده

– بهترین بافر برای هیدراتاسیون DNA در جعبه کیت قرار داده شده است. ما اصرار داریم که از بافر هیدراتاسیون عرضه شده استفاده کنید ، اما اگر می خواهید به جای آن از آب استفاده کنید ، مطمئن شوید که pH حداقل 7.0 باشد ، یا از 10 میلی متر Tris-HCl Ph≥ 7.0 استفاده کنید.

Degradation

1. نمونه آلوده به DNase میباشد.

– حتما این روند را مطابق پروتکل مرجع انجام دهید.

2. DNA ژنومی به طور نامناسب هندل شده

– زمان محاسبه را در طی مراحل اختلاط کاهش دهید (بیشتر از حد توصیه شده).

3. ذخیره نامناسب نمونه

– لطفاً به دستورالعمل های تهیه نمونه مراجعه کنید.

4. نمونه خیلی قدیمی

– نمونه های قدیمی ذخیره شده در شرایط نامناسب همیشه DNA برشی را به همراه می آورند.

مقدار کم نسبت 280/260

1. نمونه در آب رقیق شده

– توصیه می شود برای شستشوی DNA از بافر rehydration ROJE استفاده کنید ، اما اگر می خواهید از آب استفاده کنید ، اطمینان حاصل کنید که pH حداقل 7 باشد یا از 10 میلی متر Tris-HCl Ph≥ 7.0 استفاده کنید.

2. آلودگی پروتئین

– این اغلب به دلیل بیش از اندازه بودن نمونه اولیه است. دقیقاً پروتکل مربوطه را دنبال کنید. اگر هنوز تصفیه DNA مشکل ساز است ، مقدار نمونه اولیه را کاهش دهید.

مقدار زیاد نسبت 280/260

1. آلودگی به RNA

– این کیت برای استخراج DNA بدون آلودگی RNA بهینه شده است. با این حال ، اگر نیاز است تا اطمینان حاصل کنید که آلودگی RNA وجود ندارد ، می توانید Prime-RNase A (شماره کاتالوگ EB983013) را جداگانه خریداری کرده و RNase treatment را در پروسه انجام دهید.

 DNA در فرآیند استفاده عملکرد خوبی ندارد

1. شرایط واکنش PCR بهینه نشده است

– با استفاده از موارد زیر از بهینه بودن واکنش PCR اطمینان حاصل کنید:

. از طراحی پرایمر و انیلینگ اطمینان حاصل کنید

. تغییرمنبع Taq Polymerase

. مقدار متفاوتی از نمونه DNA

2. DNA با بافر شستشو ، شسته نشده است

– اطمینان حاصل کنید که ستون یک بار با BWB1 و یک بار دیگر با BWB2 ، شسته شده.

3. خارج نشدن اتانول

– قبل از مرحله هیدراتاسیون ، سانتریفیوژ دیگری انجام دهید تا اتانول در ستون باقی نماند.

4. برای هیدراتاسیون DNA از بافر استاندارد استفاده نشده

– از بافر ROJE Rehydration برای حل DNA خالص استفاده کنید.

 ستون مسدود شده

1. حداکثر مقدار نمونه از مشخصات تعیین شده کیت فراتر رفته است

– برای مشخص شدن میزان مصرف نمونه اولیه ، به مشخصات کیت مراجعه کنید.

2. مخلوط lysate یکدست نیست

– برای اطمینان از همگن شدن، قبل از ریختن lysate روی ستون ، 10-15 ثانیه ورتکس کنید

3. نمونه خیلی زیاد است

– از نمونه اولیه کمتری استفاده کنید. این مشکل میتواند با افزایش g-Force و/یا سانتریفیوژ برای مدت زمان طولانی تر تا زمانی که lysate از داخل ستون عبور کند حل می شود.

This post is also available in:
English

 مقدار DNA کم است

1. شرایط نامناسب ذخیره سازی نمونه

– لطفاً به رهنمودهای تهیه نمونه مراجعه کنید.

2. لیز کافی نیست

– مقدار بسیار زیاد نمونه اولیه به عملکرد پایین DNA منجر می شود.

– مطمئن شوید که پس از افزودن بافر لیز و RJ-Protease ، پالس ورتکس را انجام داده اید.

– مخلوط نمونه و بافر لیز را برای 15-20 دقیقه اضافی در 56 درجه سانتیگراد انکوبه کنید.

– اطمینان از مخلوط کردن نمونه به طور کامل قبل از مرحله انکوبه.

3. تعداد کمی سلول در نمونه وجود دارد

– آزمایش را با نمونه های جدید انجام دهید.

4. ری ایجنت ها به درستی استفاده نشده اند

– بافر را طبق پروتکل آماده کنید.

– اطمینان حاصل کنید که اتانول به BWB1 و BWB2 اضافه شده است.

– روش را با یک نمونه جدید تکرار کنید.

5. اتانول از بافر شستشو در حالت شستشو وجود دارد

– قبل از مرحله هیدراتاسیون ، سانتریفیوژ دیگری انجام دهید تا از اتانول در ستون باقی نماند.

– شستشوی DNA ناقص است.

– با افزودن یک بافر 50-50 میکرولیتر مجدداً به ستون و انکوبه در دمای اتاق قبل از سانتریفیوژ ، یک بار دیگر هیدراتراسیون را انجام دهید.

– بررسی کنید که تمام مراحل قبلی به درستی انجام شده است.

6. DNA به طور نامناسب شسته شده

– بهترین بافر برای هیدراتاسیون DNA در جعبه کیت قرار داده شده است. ما اصرار داریم که از بافر هیدراتاسیون عرضه شده استفاده کنید ، اما اگر می خواهید به جای آن از آب استفاده کنید ، مطمئن شوید که pH حداقل 7.0 باشد ، یا از 10 میلی متر Tris-HCl Ph≥ 7.0 استفاده کنید.

 Degradation

1. نمونه آلوده به DNase میباشد.

– حتما این روند را مطابق پروتکل مرجع انجام دهید.

2. DNA ژنومی به طور نامناسب هندل شده

– زمان محاسبه را در طی مراحل اختلاط کاهش دهید (بیشتر از حد توصیه شده).

3. ذخیره نامناسب نمونه

– لطفاً به دستورالعمل های تهیه نمونه مراجعه کنید.

4. نمونه خیلی قدیمی

– نمونه های قدیمی ذخیره شده در شرایط نامناسب همیشه DNA برشی را به همراه می آورند.

 مقدار کم نسبت 280/260

1. نمونه در آب رقیق شده

– توصیه می شود برای شستشوی DNA از بافر rehydration ROJE استفاده کنید ، اما اگر می خواهید از آب استفاده کنید ، اطمینان حاصل کنید که pH حداقل 7 باشد یا از 10 میلی متر Tris-HCl Ph≥ 7.0 استفاده کنید.

2. آلودگی پروتئین

– این اغلب به دلیل بیش از اندازه بودن نمونه اولیه است. دقیقاً پروتکل مربوطه را دنبال کنید. اگر هنوز تصفیه DNA مشکل ساز است ، مقدار نمونه اولیه را کاهش دهید.

 مقدار زیاد نسبت 280/260

1. آلودگی به RNA

– این کیت برای استخراج DNA بدون آلودگی RNA بهینه شده است. با این حال ، اگر نیاز است تا اطمینان حاصل کنید که آلودگی RNA وجود ندارد ، می توانید Prime-RNase A (شماره کاتالوگ EB983013) را جداگانه خریداری کرده و RNase treatment را در پروسه انجام دهید.

 DNA در فرآیند استفاده عملکرد خوبی ندارد

1. شرایط واکنش PCR بهینه نشده است

– با استفاده از موارد زیر از بهینه بودن واکنش PCR اطمینان حاصل کنید:

. از طراحی پرایمر و انیلینگ اطمینان حاصل کنید

. تغییرمنبع Taq Polymerase

. مقدار متفاوتی از نمونه DNA

2. DNA با بافر شستشو ، شسته نشده است

– اطمینان حاصل کنید که ستون یک بار با BWB1 و یک بار دیگر با BWB2 ، شسته شده.

3. خارج نشدن اتانول

– قبل از مرحله هیدراتاسیون ، سانتریفیوژ دیگری انجام دهید تا اتانول در ستون باقی نماند.

4. برای هیدراتاسیون DNA از بافر استاندارد استفاده نشده

– از بافر ROJE Rehydration برای حل DNA خالص استفاده کنید.

 ستون مسدود شده

1. حداکثر مقدار نمونه از مشخصات تعیین شده کیت فراتر رفته است

– برای مشخص شدن میزان مصرف نمونه اولیه ، به مشخصات کیت مراجعه کنید.

2. مخلوط lysate یکدست نیست

– برای اطمینان از همگن شدن، قبل از ریختن lysate روی ستون ، 10-15 ثانیه ورتکس کنید

3. نمونه خیلی زیاد است

– از نمونه اولیه کمتری استفاده کنید. این مشکل میتواند با افزایش g-Force و/یا سانتریفیوژ برای مدت زمان طولانی تر تا زمانی که lysate از داخل ستون عبور کند حل می شود.

This post is also available in:
English

Low DNA yield

1. Insufficient lysis
– Please refer to Table 2 to apply best match for size of starting material and amount of lysis buffer.
– Make sure to do pulse-vortexing after addition of lysis buffer and RJ-Protease.

2. Too few virus in the sample
– Do the test with new samples.

3. Incomplete lysing
-Repeat the reaction once more and make sure to mix the sample and lysis buffer completely by pulse-vortexing.

4. Reagents not applied correctly
– Prepare buffers according to the protocol.
– Make sure Ethanol is added to BWB1 and BWB2.
– Repeat the procedure with a new sample.

5. DNA improperly eluted
– The best buffer for DNA rehydration is prepared in the Kit Box. We insist to use the supplied rehydration buffer, however if you want to use water instead, make sure that the pH is at least 7.0, or use 10 mM Tris-HCl Ph≥ 7.0.

DNA does not perform well in downstream applications

1. DNA was not washed with the provided washing buffer
– Ensure the column was washed once with prepared BWB1 and once more with prepared BWB2, respectively.

2. Ethanol carryover
– Ensure that the traces of Ethanol before rehydration step is removed

Low RNA Yield

1. Carrier RNA not added to GLB
– Reconstitute carrier RNA in ERR and mix with GLB as described before. Repeat the purification process with new samples.

2. Carrier RNA is degraded
– After reconstitution in ERR, not stored at -15̊ C to -30 ̊C.
– Multiple freeze–thaw cycles. In each cases, reconstitute RNA carrier in ERR again and prepared new GLB. Then, repeat the procedure.

3. Multiple freeze–thaw cycles on sample
– Do not freeze and thaw sample more than once

4. Forget to add ethanol to lysate
– Repeat the procedure with new sample.

5. Low percentage ethanol used
– Repeat the procedure with new sample. Use 96–100% ethanol.

6. RNA degraded
– It may happen that RNA is degraded by RNases in the starting material (plasma, serum, body fluids). Use Nuclease-free water and make sure no RNase is presented during the procedure.

7. BWB1 or BWB2 prepared incorrectly
-Referred to some tips to know, check the BWB1 and BWB2 dilution process and repeat the procedure again.

8. BWB1 and BWB2 used in the wrong order
– Make sure to use BWB1 and BWB2 in write order.

RNA does not perform well in downstream applications

1. Too much carrier RNA in the eluate
– Determine the maximum amount of carrier RNA suitable for your RT-PCR. Adjust the concentration of carrier RNA added to GLB.

2. BWB1 and BWB2 used in the wrong order
– Make sure to use BWB1 and BWB2 in write order.

DNA contamination

1. Co-purification of genomic DNA
– To avoid co-purification of genomic DNA, use of cell-free body fluids. Samples containing cells, such as cerebrospinal fluid, bone marrow, urine and most swabs, should be made cell-free by centrifugation or filtration. If using centrifugation, pellet the cells for 10 min at 1500 x g and use supernatant for isolation of viral RNA. If DNA-free RNA is required, digest either the sample or the eluate with RNase-free DNase. DNase in the eluate must be inactivated by heat treatment (15 min, 70°C)

Column clogging

1. Precipitates were not removed.
– When using plasma samples, remove visible Cryoprecipitates by centrifugation for 5 min at 3000 × g

2. Lysate not completely passed through the membrane
– Centrifuge for 1 min at full speed or until all the lysate has passed through the membrane.

This post is also available in:
English

مقدار DNA کم است

1. لیز کافی نیست

– لطفاً برای رسیدن به بهترین ترکیب، ازمواد اولیه و میزان بافر لیز به جدول 2 مراجعه کنید.

– مطمئن شوید که پس از افزودن بافر لیز و RJ-Protease ، پالس ورتکس را انجام داده اید.

2. تعداد کمی آمنیوسیت در نمونه هست

– آزمایش را با نمونه های جدید انجام دهید.

3. لیز شدن ناقص

– آزمایش را با نمونه های جدید انجام دهید

– یک بار دیگر واکنش را تکرار کنید و مطمئن شوید که نمونه و بافر لیز را کاملا با پالس ورتکس مخلوط کنید.

4.ری ایجنت ها  به درستی استفاده نشده اند

– بافر را طبق پروتکل آماده کنید.

– اطمینان حاصل کنید که اتانول به BWB1 و BWB2 اضافه شده است.

– روش را با یک نمونه جدید تکرار کنید.

5. DNA به طور نامناسب شسته شده

– بهترین بافر برای هیدراتاسیون DNA در جعبه کیت قرار داده شده  است. تاکید ما بر آن است که از بافر هیدراتاسیون عرضه شده استفاده کنید ، اما اگر می خواهید به جای آن از آب استفاده کنید ، مطمئن شوید که pH حداقل 7.0 باشد ، یا از 10 میلی متر Tris-HCl Ph≥ 7.0 استفاده کنید.

کیفیت DNA پائین است.

1. RNA را میتوان با DNA ژنومی خالص کرد
   – RNase treatment -را می توانید انجام دهید.2. لیزشدن ناقص سلول
   –  نمونه را با استفاده از بافر لیز و RJ-Protease به مدت 5 تا 10 دقیقه دیگر انکوبه کنید.

DNA در واکنش های بعدی عملکرد خوبی ندارد

1. DNA با بافر شستشوی تعبیه شده ، شسته نشده است
   -اطمینان حاصل کنید که ستون یک بار با BWB1 و یک بار دیگر با BWB2 ، شسته شده.
2. خارج نشدن اتانول
   – اطمینان حاصل کنید که اتانول قبل از مرحله هیدراتاسیون برداشته شده است

This post is also available in:
English

بازدهی DNA کم است

1. نمونه خون بسیار قدیمی است

لطفاً به رهنمودهای تهیه نمونه مراجعه کنید.

2. لیز کافی نیست

– لطفاً برای رسیدن به بهترین ترکیب، ازمواد اولیه و میزان بافر لیز به جدول 2 مراجعه کنید.

– مطمئن شوید که پس از افزودن بافر لیز و RJ-Protease ، پالس ورتکس را (با شدت) انجام داده اید.

– مخلوط نمونه و بافر لیز را برای 15-20 دقیقه اضافی در 56 درجه سانتیگراد انکوبه کنید.

3. تعداد کمی گلبول سفید خون در نمونه وجود دارد

– آزمایش را با نمونه های جدید انجام دهید

4. نمونه خون کامل، قبل از واکنش مخلوط نشده بود

– گلبولهای سفید باید در حالت تعلیق قرار گیرند. بنابراین ، حتماً قبل از پردازش، نمونه خون کامل را با هم مخلوط کنید

5. لیز شدن ناقص گلبول های سفید خون

– واکنش را بار دیگر انجام دهید و مطمئن شوید تا نمونه و بافر لیز کاملا با پالس ورتکس مخلوط شده باشند.

6. ری ایجنت ها به درستی استفاده نشده اند

– بافر را طبق پروتکل آماده کنید.

– اطمینان حاصل کنید که اتانول به BWB1 و BWB2 اضافه شده است.

– واکنش را با یک نمونه جدید تکرار کنید.

7. DNA به طور نامناسب شسته شده

– بهترین بافر برای هیدراتاسیون DNA در جعبه کیت قرار داده شده  است. تاکید ما بر آن است که از بافر هیدراتاسیون عرضه شده استفاده کنید ، اما اگر می خواهید به جای آن از آب استفاده کنید ، مطمئن شوید که pH حداقل 7.0 باشد ، یا از 10 میلی متر Tris-HCl Ph≥ 7.0 استفاده کنید

 

Degradation

1. نمونه آلوده به DNase میباشد

– حتما این روند را مطابق پروتکل مرجع انجام دهید.

2. ذخیره یا جمع آوری نامناسب نمونه

– لطفاً به دستورالعمل های تهیه نمونه مراجعه کنید.

3. نمونه خیلی قدیمی

– نمونه های قدیمی ذخیره شده در شرایط نامناسب همیشه DNA برشی را به همراه می آورند.

 

کیفیت DNA پائین است

1. RNA را میتوان با DNA ژنومی خالص کرد
RNase treatment -را می توانید انجام دهید.

2. لیزشدن ناقص سلول
– نمونه را با استفاده از بافر لیز و RJ-Protease به مدت 5 تا 10 دقیقه دیگر انکوبه کنید.

 

DNA در واکنش های بعدی عملکرد خوبی ندارد

1. DNA با بافر شستشو تعبیه شده، شسته نشده است

– اطمینان حاصل کنید که ستون یک بار با BWB1 و یک بار دیگر با BWB2 ، شسته شده.

2. خارج نشدن اتانول

– قبل از مرحله  هیدراتاسیون ، مطمئن شوید تا اتانول در ستون باقی نماند.

This post is also available in:
English

Low DNA yield

1. نمونه خون بسیار قدیمی است

-لطفاً به رهنمودهای تهیه نمونه مراجعه کنید.

2. لیز کافی نیست

– لطفاً برای رسیدن به بهترین ترکیب، ازمواد اولیه و میزان بافر لیز به جدول 2 مراجعه کنید.

– مطمئن شوید که پس از افزودن بافر لیز و RJ-Protease ، پالس ورتکس را (با شدت) انجام داده اید.

– مخلوط نمونه و بافر لیز را برای 15-20 دقیقه اضافی در 56 درجه سانتیگراد انکوبه کنید.

3. تعداد کمی گلبول سفید خون در نمونه وجود دارد

– آزمایش را با نمونه های جدید انجام دهید

4. نمونه خون کامل، قبل از واکنش مخلوط نشده بود

– گلبولهای سفید باید در حالت تعلیق قرار گیرند. بنابراین ، حتماً قبل از پردازش، نمونه خون کامل را با هم مخلوط کنید

5. لیز شدن ناقص گلبول های سفید خون

– واکنش را بار دیگر انجام دهید و مطمئن شوید تا نمونه و بافر لیز کاملا با پالس ورتکس مخلوط شده باشند.

6. ری ایجنت ها به درستی استفاده نشده اند

– بافر را طبق پروتکل آماده کنید.

– اطمینان حاصل کنید که اتانول به BWB1 و BWB2 اضافه شده است.

– واکنش را با یک نمونه جدید تکرار کنید.

7. DNA به طور نامناسب شسته شده

– بهترین بافر برای هیدراتاسیون DNA در جعبه کیت قرار داده شده  است. تاکید ما بر آن است که از بافر هیدراتاسیون عرضه شده استفاده کنید ، اما اگر می خواهید به جای آن از آب استفاده کنید ، مطمئن شوید که pH حداقل 7.0 باشد ، یا از 10 میلی متر Tris-HCl Ph≥ 7.0 استفاده کنید.

 

Degradation

1.  نمونه آلوده به DNase میباشد

– حتما این روند را مطابق پروتکل مرجع انجام دهید.

2.  ذخیره یا جمع آوری نامناسب نمونه

– لطفاً به دستورالعمل های تهیه نمونه مراجعه کنید.

3. نمونه خیلی قدیمی

– نمونه های قدیمی ذخیره شده در شرایط نامناسب همیشه DNA برشی را به همراه می آورند.

 

کیفیت DNA پائین است

1. RNA را میتوان با DNA ژنومی خالص کرد
   – RNase treatment -را می توانید انجام دهید.2. لیزشدن ناقص سلول
   – نمونه را با استفاده از بافر لیز و RJ-Protease به مدت 5 تا 10 دقیقه دیگر انکوبه کنید.

 

DNA در واکنش های بعدی عملکرد خوبی ندارد

1. DNA با بافر شستشو تعبیه شده، شسته نشده است

– اطمینان حاصل کنید که ستون یک بار با BWB1 و یک بار دیگر با BWB2 ، شسته شده.

2. خارج نشدن اتانول

– قبل از مرحله  هیدراتاسیون ، مطمئن شوید تا اتانول در ستون باقی نماند.

This post is also available in:
English

بازدهی کم

1. شرایط نامناسب ذخیره سازی نمونه

– بهترین شرایط ذخیره سازی بافت در دمای 20 درجه سانتی گراد یا -70 درجه سانتی گراد است. از انجماد و ذوب شدن نمونه ها خودداری کنید که منجر به کاهش اندازه DNA می شود.

2. لیز شدن ناقص سلول

– میزان زیاد ماده برای شروع واکنش، منجر به بازده DNA کم می شود. برای رسیدن به نتایج مطلوب، به جدول 2 مراجعه کنید.

3. ترکیب ناکافی نمونه با TLB

– مطمئن شوید تا نمونه قبل از مرحله انکوبه کردن کاملا ترکیب شود.

4. اتانول بافر شستشو در محلول وجود دارد

– قبل از مرحله هیدراتاسیون ، سانتریفیوژ دیگری انجام دهید تا اتانول در ستون باقی نماند.

5. شستشوی DNA ناقص است

– با افزودن یک بافر 50-200 میکرولیتر مجدداً به ستون و انکوبه در دمای اتاق قبل از سانتریفیوژ ، یک بار دیگر هیدراتراسیون را انجام دهید.

– بررسی کنید که تمام مراحل قبلی به درستی انجام شده است.

6. DNA بجای شستشو در بافر، در آب حل شده است

– بهترین بافر برای هیدراتاسیون DNA در جعبه کیت قرار داده شده  است. تاکید ما بر آن است که از بافر هیدراتاسیون عرضه شده استفاده کنید ، اما اگر می خواهید به جای آن از آب استفاده کنید ، مطمئن شوید که pH حداقل 7.0 باشد ، یا از 10 میلی متر Tris-HCl Ph≥ 7.0 استفاده کنید

 

Degradation

1. نمونه بسیار قدیمی است

– نمونه های قدیمی ممکن است DNA را در مرحله هیدراتاسیون تخریب کرده باشند.

2. شرایط نامناسب ذخیره نمونه

– به نکات نگهداری نمونه مراجعه کنید.

3. DNA ژنومی به طور نامناسب هندل شده

– زمان ورتکس را در طی مراحل ترکیب کاهش دهید (نه بیشتر از حد توصیه شده).

 

مقدار کم نسبت 260/280

1. لیز نامناسب

– زمان انکوبه کردن در بافر لیز را افزایش دهید.

2. نمونه در آب رقیق شده

– توصیه می شود برای شستشوی DNA از بافر rehydration ROJE استفاده کنید ، اما اگر می خواهید از آب استفاده کنید ، اطمینان حاصل کنید که pH حداقل 7 باشد یا از 10 میلی متر Tris-HCl Ph≥ 7.0 استفاده کنید.

3. آلودگی پروتئین

– این اغلب به دلیل بیش از اندازه بودن نمونه اولیه است. دقیقاً پروتکل مربوطه را دنبال کنید. اگر هنوز تصفیه DNA مشکل ساز است ، مقدار نمونه اولیه را کاهش دهید.

 

مقدار زیاد نسبت 260/280

1. آلودگی به RNA

– این کیت برای استخراج DNA بدون آلودگی RNA بهینه شده است. با این حال ، اگر نیاز است تا اطمینان حاصل کنید که

آلودگی RNA وجود ندارد ، می توانید Prime-RNase A (شماره کاتالوگ EB983013) را جداگانه خریداری کرده و RNase treatment را در پروسه انجام دهید.

 

DNA در واکنش های بعدی عملکرد خوبی ندارد

1. شرایط واکنش PCR بهینه نشده است

با استفاده از موارد زیر از بهینه بودن واکنش PCR اطمینان حاصل کنید:

– از طراحی پرایمر و انیلینگ اطمینان حاصل کنید

– تغییرمنبع  Taq Polymerase

– مقدار متفاوتی از نمونه DNA

2. خارج نشدن اتانول

– قبل از مرحله  هیدراتاسیون ، سانتریفیوژ دیگری انجام دهید تا اتانول در ستون باقی نماند.

3- برای هیدراتاسیون DNA از بافر استاندارد استفاده نشده

– از بافر ROJE Rehydration برای حل DNA خالص استفاده کنید.

 

ستون مسدود شده

1. حداکثر مقدار نمونه از مشخصات تعیین شده کیت فراتر رفته است

– برای مشخص شدن میزان مصرف نمونه اولیه ، به مشخصات کیت مراجعه کنید.

2. مخلوط lysate یکدست نیست

– برای اطمینان از همگن شدن، قبل از ریختن  lysate روی ستون ، 10-15 ثانیه ورتکس کنید

3. نمونه خیلی زیاد است

– از نمونه اولیه کمتری استفاده کنید. این مشکل میتواند با افزایش g-Force و/یا سانتریفیوژ برای مدت زمان طولانی تر تا زمانی که lysate از داخل ستون عبور کند، حل شود.

This post is also available in:
English

بازدهی ضعبف

1. شرایط نامناسب ذخیره سازی نمونه

– بهترین شرایط ذخیره سازی بافت در دمای 20 درجه سانتی گراد یا -70 درجه سانتی گراد است. از انجماد و ذوب شدن نمونه ها خودداری کنید که منجر به کاهش اندازه DNA می شود.

2. لیز شدن ناقص سلول

– میزان زیاد ماده برای شروع واکنش، منجر به بازده DNA کم می شود. برای رسیدن به نتایج مطلوب، به جدول 2 مراجعه کنید.

3. ترکیب ناکافی نمونه با TLB

– مطمئن شوید تا نمونه قبل از مرحله انکوبه کردن کاملا ترکیب شود.

4. اتانول بافر شستشو در محلول وجود دارد

– قبل از مرحله هیدراتاسیون ، سانتریفیوژ دیگری انجام دهید تا اتانول در ستون باقی نماند.

5. شستشوی DNA ناقص است

– با افزودن یک بافر 50-200 میکرولیتر مجدداً به ستون و انکوبه در دمای اتاق قبل از سانتریفیوژ ، یک بار دیگر هیدراتراسیون را انجام دهید.

– بررسی کنید که تمام مراحل قبلی به درستی انجام شده است.

     6.DNA بجای شستشو در بافر، در آب حل شده است

 – بهترین بافر برای هیدراتاسیون DNA در جعبه کیت قرار داده شده  است. تاکید ما بر آن است که از بافر هیدراتاسیون عرضه شده استفاده کنید ، اما اگر می خواهید به جای آن از آب استفاده کنید ، مطمئن شوید که pH حداقل 7.0 باشد ، یا از 10 میلی متر Tris-HCl Ph≥ 7.0 استفاده کنید.

 

Degradation

1.  نمونه بسیار قدیمی است

– نمونه های قدیمی ممکن است DNA را در مرحله هیدراتاسیون تخریب کرده باشند.

        2. شرایط نامناسب ذخیره نمونه

– به نکات نگهداری نمونه مراجعه کنید.

3. DNA ژنومی به طور نامناسب هندل شده

 – زمان ورتکس را در طی مراحل ترکیب کاهش دهید (نه بیشتر از حد توصیه شده).

 

مقدار کم نسبت 260/280

1. لیز نامناسب

– زمان انکوبه کردن در بافر لیز را افزایش دهید

2. نمونه در آب رقیق شده

– توصیه می شود برای شستشوی DNA از بافر rehydration ROJE استفاده کنید ، اما اگر می خواهید از آب استفاده کنید ، اطمینان حاصل کنید که pH حداقل 7 باشد یا از 10 میلی متر Tris-HCl Ph≥ 7.0 استفاده کنید.

      3. آلودگی پروتئین

– این اغلب به دلیل بیش از اندازه بودن نمونه اولیه است. دقیقاً پروتکل مربوطه را دنبال کنید. اگر هنوز تصفیه DNA مشکل ساز است ، مقدار نمونه اولیه را کاهش دهید.

 

مقدار زیاد نسبت 260/280

1. آلودگی به RNA

– این کیت برای استخراج DNA بدون آلودگی RNA بهینه شده است. با این حال ، اگر نیاز است تا اطمینان حاصل کنید که

آلودگی RNA وجود ندارد ، می توانید Prime-RNase A (شماره کاتالوگ EB983013) را جداگانه خریداری کرده و RNase treatment را در پروسه انجام دهید.

 

در واکنش های بعدی عملکرد خوبی ندارد

1. شرایط واکنش PCR بهینه نشده است

با استفاده از موارد زیر از بهینه بودن واکنش PCR اطمینان حاصل کنید:

 -از طراحی پرایمر و انیلینگ اطمینان حاصل کنید

– تغییرمنبع  Taq Polymerase

– مقدار متفاوتی از نمونه DNA

2. خارج نشدن اتانول

– قبل از مرحله  هیدراتاسیون ، سانتریفیوژ دیگری انجام دهید تا اتانول در ستون باقی نماند.

3. برای هیدراتاسیون DNA از بافر استاندارد استفاده نشده

– از بافر ROJE Rehydration برای حل DNA خالص استفاده کنید.

 

ستون مسدود شده

1. حداکثر مقدار نمونه از مشخصات تعیین شده کیت فراتر رفته است

–  برای مشخص شدن میزان مصرف نمونه اولیه ، به مشخصات کیت مراجعه کنید.

2. مخلوط lysate یکدست نیست

–  برای اطمینان از همگن شدن، قبل از ریختن  lysate روی ستون ، 10-15 ثانیه ورتکس کنید

3. 3. نمونه خیلی زیاد است

– از نمونه اولیه کمتری استفاده کنید. این مشکل میتواند با افزایش g-Force و/یا سانتریفیوژ برای مدت زمان طولانی تر تا زمانی که lysate از داخل ستون عبور کند، حل شود.

This post is also available in:
English

Low DNA yield

1. Insufficient lysis
– Please refer to Table 2 to apply best match for size of starting material and amount of lysis buffer.
– Make sure to do pulse-vortexing after addition of lysis buffer and RJ-Protease.

2. Too few virus in the sample
– Do the test with new samples.

3. Incomplete lysing
– Repeat the reaction once more and make sure to mix the sample and lysis buffer completely by pulse-vortexing.

4.Reagents not applied correctly
– Prepare buffers according to the protocol.
– Make sure Ethanol is added to BWB1 and BWB2.
– Repeat the procedure with a new sample.

5. DNA improperly eluted
– The best buffer for DNA rehydration is prepared in the Kit Box. We insist to use the supplied rehydration buffer, however if you want to use water instead, make sure that the pH is at least 7.0, or use 10 mM Tris-HCl Ph≥ 7.0.

DNA does not perform well in downstream applications

1. DNA was not washed with the provided washing buffer
-Ensure the column was washed once with prepared BWB1 and once more with prepared BWB2, respectively.

2. Ethanol carryover
– Ensure that the traces of Ethanol before rehydration step is removed

Low RNA Yield

1. Carrier RNA not added to GLB
– Reconstitute carrier RNA in ERR and mix with GLB as described before. Repeat the purification process with new samples.

2. Carrier RNA is degraded
– After reconstitution in ERR, not stored at -15̊ C to -30 ̊C.
– Multiple freeze–thaw cycles. In each cases, reconstitute RNA carrier in ERR again and prepared new GLB. Then, repeat the procedure.

3. Multiple freeze–thaw cycles on sample
-Do not freeze and thaw sample more than once

4. Forget to add ethanol to lysate
– Repeat the procedure with new sample.

5. Low percentage ethanol used
– Repeat the procedure with new sample. Use 96–100% ethanol.

6. RNA degraded
– It may happen that RNA is degraded by RNases in the starting material (plasma, serum, body fluids). Use Nuclease-free water and make sure no RNase is presented during the procedure.

7. WB1 or BWB2 prepared incorrectly
-Referred to some tips to know, check the BWB1 and BWB2 dilution process and repeat the procedure again.

8. BWB1 and BWB2 used in the wrong order
– Make sure to use BWB1 and BWB2 in write order.

RNA does not perform well in downstream applications

1. Too much carrier RNA in the eluate
– Determine the maximum amount of carrier RNA suitable for your RT-PCR. Adjust the concentration of carrier RNA added to GLB.

2. BWB1 and BWB2 used in the wrong order
– Make sure to use BWB1 and BWB2 in write order.

DNA contamination

1. Co-purification of genomic DNA
– To avoid co-purification of genomic DNA, use of cell-free body fluids. Samples containing cells, such as cerebrospinal fluid, bone marrow, urine and most swabs, should be made cell-free by centrifugation or filtration. If using centrifugation, pellet the cells for 10 min at 1500 x g and use supernatant for isolation of viral RNA.

– If DNA-free RNA is required, digest either the sample or the eluate with RNase-free DNase. DNase in the eluate must be inactivated by heat treatment (15 min, 70°C)

Column clogging

1. Precipitates were not removed.
– When using plasma samples, remove visible Cryoprecipitates by centrifugation for 5 min at 3000 × g

2. Lysate not completely passed through the membrane
– Centrifuge for 1 min at full speed or until all the lysate has passed through the membrane.

This post is also available in:
English

Low DNA yield

1. Insufficient lysis
– Please refer to Table 2 to apply best match for size of starting material and amount of lysis buffer.
– Make sure to do pulse-vortexing after addition of lysis buffer and RJ-Protease.

2. Too few virus in the sample
– Do the test with new samples.

3. Incomplete lysing
– Repeat the reaction once more and make sure to mix the sample and lysis buffer completely by pulse-vortexing.

4.Reagents not applied correctly
– Prepare buffers according to the protocol.
– Make sure Ethanol is added to BWB1 and BWB2.
– Repeat the procedure with a new sample.

5. DNA improperly eluted
– The best buffer for DNA rehydration is prepared in the Kit Box. We insist to use the supplied rehydration buffer, however if you want to use water instead, make sure that the pH is at least 7.0, or use 10 mM Tris-HCl Ph≥ 7.0.

Poor DNA Quality

1. RNA can be copurified with the viral DNA
-RNase treatment can be performed.

2.Incomplete cell lysis
– Incubate sample with lysis buffer and RJ-Protease for an extra 5-10 minutes.

Column clogging

1. Starting material was not completely disrupted
– Reduce the amount of starting material and increase disruption time.

2. Precipitates were not removed.
– When using plasma samples, remove visible Cryoprecipitates by centrifugation for 5 min at 3000 × g

DNA does not perform well in downstream applications

1.DNA was not washed with the provided washing buffer
– Ensure the column was washed once with prepared BWB1 and once more with prepared BWB2, respectively.

2.Ethanol carryover
– Ensure that the traces of Ethanol before rehydration step is removed

This post is also available in:
English

بازدهی ضعیف DNA

1. لیز کافی نیست

– فراموش نکنید که مطابق پروتکل، بافر لیز مناسب را اضافه کنید

– مطمئن شوید که پس از افزودن بافر لیز و RJ-Protease ، پالس ورتکس را (با شدت) انجام داده اید.

2. تعداد کمی گلبول سفید خون در نمونه وجود دارد

– آزمایش را با نمونه های جدید انجام دهید

3. لیز شدن ناقص گلبول های سفید خون

– واکنش را بار دیگر انجام دهید و مطمئن شوید تا نمونه و بافر لیز کاملا با پالس ورتکس مخلوط شده باشند.

4. ری ایجنت ها به درستی استفاده نشده اند

– بافر را طبق پروتکل آماده کنید.

– واکنش را با یک نمونه جدید تکرار کنید.

5. DNA به طور نامناسب شسته شده

– بهترین بافر برای هیدراتاسیون DNA در جعبه کیت قرار داده شده  است. تاکید ما بر آن است که از بافر هیدراتاسیون عرضه شده استفاده کنید ، اما اگر می خواهید به جای آن از آب استفاده کنید ، مطمئن شوید که pH حداقل 7.0 باشد ، یا از 10 میلی متر Tris-HCl Ph≥ 7.0 استفاده کنید.

Degradation

1. نمونه آلوده به DNase میباشد

– حتما این روند را مطابق پروتکل مرجع انجام دهید.

2. نمونه خیلی قدیمی

– نمونه های قدیمی ذخیره شده در شرایط نامناسب همیشه DNA برشی را به همراه می آورند.

DNA در واکنش های بعدی عملکرد خوبی ندارد

1. خارج نشدن اتانول

– قبل از مرحله  هیدراتاسیون ، مطمئن شوید تا اتانول در ستون باقی نماند.

This post is also available in:
English

بازدهی ضعیف DNA

1. نمونه خون بسیار قدیمی است

– لطفاً به رهنمودهای تهیه نمونه مراجعه کنید.

2. لیز کافی نیست

– فراموش نکنید که مطابق پروتکل، بافر لیز مناسب را اضافه کنید

– مطمئن شوید که پس از افزودن بافر لیز و RJ-Protease ، پالس ورتکس را (با شدت) انجام داده اید.

3. تعداد کمی گلبول سفید خون در نمونه وجود دارد

– آزمایش را با نمونه های جدید انجام دهید

4. نمونه خون کامل، قبل از واکنش مخلوط نشده بود

– گلبولهای سفید باید در حالت تعلیق قرار گیرند. بنابراین ، حتماً قبل از پردازش، نمونه خون کامل را با هم مخلوط کنید

5. لیز شدن ناقص گلبول های سفید خون

– واکنش را بار دیگر انجام دهید و مطمئن شوید تا نمونه و بافر لیز کاملا با پالس ورتکس مخلوط شده باشند.

6. ری ایجنت ها به درستی استفاده نشده اند

– بافر را طبق پروتکل آماده کنید.

– واکنش را با یک نمونه جدید تکرار کنید.

7. DNA به طور نامناسب شسته شده

– بهترین بافر برای هیدراتاسیون DNA در جعبه کیت قرار داده شده  است. تاکید ما بر آن است که از بافر هیدراتاسیون عرضه شده استفاده کنید ، اما اگر می خواهید به جای آن از آب استفاده کنید ، مطمئن شوید که pH حداقل 7.0 باشد ، یا از 10 میلی متر Tris-HCl Ph≥ 7.0 استفاده کنید.

Degradation

1. نمونه آلوده به DNase میباشد

– حتما این روند را مطابق پروتکل مرجع انجام دهید.

2. ذخیره یا جمع آوری نامناسب نمونه

– لطفاً به دستورالعمل های تهیه نمونه مراجعه کنید.

3. نمونه خیلی قدیمی

– نمونه های قدیمی ذخیره شده در شرایط نامناسب همیشه DNA برشی را به همراه می آورند.

کیفیت DNA پائین است 

1. RNA را میتوان با DNA ژنومی خالص کرد

RNase treatment -را می توانید انجام دهید.

DNA در واکنش های بعدی عملکرد خوبی ندارد

1. خارج نشدن اتانول

– قبل از مرحله  هیدراتاسیون ، مطمئن شوید تا اتانول در ستون باقی نماند.

This post is also available in:
English

بازیابی ضعیف اسید نوکلئیک

1. حل ناقص برش ژل

– ممکن است به دلیل ، مقدار زیاد یا نامناسب RGB باشد. واکنش را با مقدار مواد شروع کمتر و مقدار مناسب RGB تکرار کنید

2. برش ژلی خیلی بزرگ

– بیشترین بازیابی را می توان از کمتر از 200 میلی گرم ژل بدست آورد. با این حال ، برای اندازه بزرگتر از 200 میلی گرم ، توصیه می شود از ستون کالکشن چند منظوره استفاده کنید.

3. RGB زرد یا نارنجی شد

– رنگ RGB باید صورتی باشد ، اما اگر به رنگ زرد یا نارنجی تغییر یابد ، pH را با استفاده از H2SO4 در 5.00 تنظیم کنید.

4. GWB حاوی اتانول نبود

– لطفاً قبل از اولین استفاده ، اتانول مناسب را به GWB اضافه کنید.

5. عدم وجود تقویت PCR

– محصول PCR را قبل و بعد از تخلیص روی ژل اجرا کنید تا مطمئن شوید که تقویت PCR به درستی انجام شده است.

6. استفاده از RPB آماده نشده

– حتما قبل از اولین استفاده ، اتانول مطلق را به RPB (30٪ از حجم كل) اضافه كنید

DNA در واکنش های بعدی عملکرد خوبی ندارد

1. خارج نشدن اتانول

– مطمئن شوید که اتانول قبل از مرحله هیدراتاسیون برداشته شده است

2. غلظت نمک در شستشو

– بعد از افزودن 750 میکرولیتر GWB ، 5 دقیقه در دمای اتاق انکوبه کنید ، سپس آن را سانتریفیوژ کنید.

3. حضور Primer-primer dimerدر شستشوی DNA

– برای حذف کامل primerprimer dimers، قبل از اضافه کردن GWB یک مرحله دیگر را انجام دهید. 750 میکرولیتر از محلول آبی هیدروکلراید گوانیدین 35-40٪ (35 گرم در 100 میلی لیتر) اضافه کنید. سپس واکنش را با اعمال GWB به ستون کالکشن، ادامه دهید.

4. حضور ssDNA ، باند اسمیر بر روی الکتروفورز ژل ظاهر می شود

یکی از این روشها را برای reanneal ssDNA انتخاب کنید:

– مخلوط را به مدت 3 دقیقه در دمای 95 درجه سانتیگراد انکوبه کنید و سپس بگذارید تا در دمای اتاق به آرامی خنک شوند.

– DNA را در بافر 10 میلی متر تریس حاوی 10 میلی متر سدیم کلسیم قرار دهید.

نکته: در صورت استفاده از روش دوم ، غلظت نمک را برای واکنش های بعدی در نظر بگیرید.

This post is also available in:
English

بازیابی ضعیف اسید نوکلئیک

1. حل ناقص برش ژل

– ممکن است به دلیل ، مقدار زیاد یا نامناسب RGB باشد. واکنش را با مقدار مواد شروع کمتر و مقدار مناسب RGB تکرار کنید.

2. برش ژلی خیلی بزرگ

– بیشترین بازیابی را می توان از کمتر از 200 میلی گرم ژل بدست آورد. با این حال ، برای اندازه بزرگتر از 200 میلی گرم ، توصیه می شود از ستون کالکشن چند منظوره استفاده کنید.

3. RGB زرد یا نارنجی شد

– رنگ RGB باید صورتی باشد ، اما اگر به رنگ زرد یا نارنجی تغییر یابد ، pH را با استفاده از H2SO4 در 5.00 تنظیم کنید.

4. GWB حاوی اتانول نبود

– لطفاً قبل از اولین استفاده ، اتانول مناسب را به GWB اضافه کنید.

DNA در واکنش های بعدی عملکرد خوبی ندارد

1. خارج نشدن اتانول

– مطمئن شوید که اتانول قبل از مرحله هیدراتاسیون برداشته شده است

2. غلظت نمک در شستشو

– بعد از افزودن 750 میکرولیتر GWB ، 5 دقیقه در دمای اتاق انکوبه کنید ، سپس آن را سانتریفیوژ کنید.

This post is also available in:
English

بازیابی ضعیف اسید نوکلئیک

1. GWB حاوی اتانول نبود

– لطفاً قبل از اولین استفاده ، اتانول مناسب را به GWB اضافه کنید.

2. عدم وجود تقویت PCR

– محصول PCR را قبل و بعد از تخلیص روی ژل اجرا کنید تا مطمئن شوید که تقویت PCR به درستی انجام شده است.

3. استفاده از RPB آماده نشده

– حتما قبل از اولین استفاده ، اتانول مطلق را به RPB (30٪ از حجم كل) اضافه كنید

DNA در واکنش های بعدی عملکرد خوبی ندارد

1. خارج نشدن اتانول

– مطمئن شوید که اتانول قبل از مرحله هیدراتاسیون برداشته شده است

2. غلظت نمک در شستشو

– بعد از افزودن 750 میکرولیتر GWB ، 5 دقیقه در دمای اتاق انکوبه کنید ، سپس آن را سانتریفیوژ کنید.

3. حضور Primer-primer dimerدر شستشوی DNA

– برای حذف کامل primerprimer dimers، قبل از اضافه کردن GWB یک مرحله دیگر را انجام دهید. 750 میکرولیتر از محلول آبی هیدروکلراید گوانیدین 35-40٪ (35 گرم در 100 میلی لیتر) اضافه کنید. سپس واکنش را با اعمال GWB به ستون کالکشن، ادامه دهید.

4. حضور ssDNA ، باند اسمیر بر روی الکتروفورز ژل ظاهر می شود

یکی از این روشها را برای reanneal ssDNA انتخاب کنید:

– مخلوط را به مدت 3 دقیقه در دمای 95 درجه سانتیگراد انکوبه کنید و سپس بگذارید تا در دمای اتاق به آرامی خنک شوند.

– DNA را در بافر 10 میلی متر تریس حاوی 10 میلی متر سدیم کلسیم قرار دهید.

نکته: در صورت استفاده از روش دوم ، غلظت نمک را برای واکنش های بعدی در نظر بگیرید.

This post is also available in:
English

بازیابی ضعیف اسید نوکلئیک

1. GWB حاوی اتانول نبود

– لطفاً قبل از اولین استفاده ، اتانول مناسب را به GWB اضافه کنید.

2. عدم وجود تقویت PCR

– محصول PCR را قبل و بعد از تخلیص روی ژل اجرا کنید تا مطمئن شوید که تقویت PCR به درستی انجام شده است.

DNA در واکنش های بعدی عملکرد خوبی ندارد

1. خارج نشدن اتانول

– مطمئن شوید که اتانول قبل از مرحله هیدراتاسیون برداشته شده است

2. غلظت نمک در شستشو

– بعد از افزودن 750 میکرولیتر GWB ، 5 دقیقه در دمای اتاق انکوبه کنید ، سپس آن را سانتریفیوژ کنید.

3. حضور ssDNA ، باند اسمیر بر روی الکتروفورز ژل ظاهر می شود

یکی از این روشها را برای reanneal ssDNA انتخاب کنید:

– مخلوط را به مدت 3 دقیقه در دمای 95 درجه سانتیگراد انکوبه کنید و سپس بگذارید تا در دمای اتاق به آرامی خنک شوند.

– DNA را در بافر 10 میلی متر تریس حاوی 10 میلی متر سدیم کلسیم قرار دهید.

نکته: در صورت استفاده از روش دوم ، غلظت نمک را برای واکنش های بعدی در نظر بگیرید.

This post is also available in:
English

تخریب RNA

1. بافت قدیمی پایدار

– از بافت تازه استفاده کنید. بلافاصله پس از برداشت نمونه ، نمونه را در RNaseLag قرار دهید.

2. مقدار نامناسب RNaseLag

– قبل از شروع نمونه خود را وزن کنید و از 10 میکرو لیتر RNaseLag در هر 1 میلی گرم از بافت استفاده کنید.

3. نمونه بسیار ضخیم برای تثبیت

– نمونه را برش های کمتر از 5 میلی متر داده و در RNaseLag قرار دهید.

4. آلودگی RNase در طول تخلیص RNA

– RNases را می توان در طول جداسازی RNA ارائه کرد. برای اطلاعات بیشتر به پیوست 1 مراجعه کنید.

5. از مدت زمان ذخیره سازی RNaseLag ، گذشته است.

– به جدول 1 مراجعه کنید.

This post is also available in:
English

بازدهی ضعیف

1. شرایط نامناسب ذخیره سازی نمونه

– از انجماد و ذوب شدن نمونه ها خودداری کنید ، که منجر به کاهش عملکرد RNA می شود.

– برای نتیجه بهتر ، توصیه می شود نمونه ها را در RNaseLag ذخیره کنید.

2. لیز سلول ناقص است

– مقدار زیاد مواد برای شروع، منجر به عملکرد پایین RNA می شود. برای رسیدن به نتایج مطلوب، به جدول 2 مراجعه کنید.

3. اتانول بافر شستشو در محلول وجود دارد

– قبل از مرحله هیدراتاسیون ، سانتریفیوژ دیگری انجام دهید تا اثری از اتانول در ستون باقی نماند.

– ستون را با دقت از لوله خارج کنید تا ستون با جریان ارتباط برقرار نکند.

4. شستشوی RNA ناقص است

– یک بار دیگر با استفاده از بافر ریدراتاسیون 30-100 میکرولیتر دیگر به ستون و قبل از سانتریفیوژ ، 5 دقیقه در دمای اتاق انکوبه کنید.

– بررسی کنید که تمام مراحل قبلی به درستی انجام شده است.

Degradation

 

1. نمونه بسیار ضخیم برای تثبیت

– برای تثبیت نمونه ها در RNaseLag، نمونه های بزرگ را به برش هایی با ضخامت کمتر از 5 میلی متر برش دهید.

2. ذخیره نامناسب نمونه

– پیشنهاد می شود نمونه ها را در RNaseLag ذخیره کنید ، به صفحه 9 هند بوک مراجعه کنید.

3. نمونه منجمد برای تثبیت استفاده شده است

– برای تثبیت در RNaseLag ، از نمونه های تازه استفاده کنید.

4. مدت زمان ذخیره سازی در RNaseLag بیشتر شد

– به جدول 4 مراجعه کنید.

5. آلودگی RNase

– همه بافرها آزمایش شده اند و تضمین می شود که بدون RNase هستند. RNases را می توان در طول استفاده ارائه کرد. برای اطلاعات بیشتر به پیوست 1 مراجعه کنید.

مقدار کم نسبت 260/280

1. اختلال و همگن شدن ناکافی

– به عنوان راهنمایی برای ایجاد اختلال و همگن سازی بهتر ، بر اساس نوع نمونه ، به دستورالعمل های تهیه نمونه مراجعه کنید.

2. RNA در آب کم pH رقیق شد

– از 10 میلی متر Tris-HCl با pH 7.5 pH یا آب nuclease free با pH5 ≥ 7.5 استفاده کنید.

3. آلودگی DNA

– دقیقاً از پروتکل مربوطه پیروی کنید ، اگر تخلیص RNA هنوز مشکل دارد ، Treatment DNase را انجام دهید.

pH –  RNSol ممکن است در حین ذخیره تغییر کند. pH RNSol را بررسی کنید بایستی تقریبا 4.2 باشد

4. آلودگی پروتئین

– این اغلب به دلیل مقدار بیش از اندازه ماده اولیه است. پروتکل مربوطه را دقیقاً دنبال کنید ، اگر تخلیص RNA هنوز مشکل دارد ، مقدار ماده اولیه را کمتر کنید.

– فاز آبی را بطور دقیق جدا کنید.

 

آلودگی DNA در واکنش های بعدی

1. بدون Treatment DNase

– Treatment  DNase را انجام دهید

2. با TWB1 انکوبه نشده است

– ستون کالکشن را به مدت 5 دقیقه در دمای اتاق پس از افزودن TWB1 و قبل از سانتریفیوژ ، انکوبه کنید

pH RNSol را بررسی کنید

pH –  RNSol ممکن است در حین ذخیره تغییر کند. pH RNSol را که باید در حدود 4.2 باشد بررسی کنید.

در واکنش های بعدی عملکرد خوبی ندارد

1. خارج نشدن اتانول

– قبل از مرحله هیدراتاسیون ، سانتریفیوژ دیگری انجام دهید تا از اتانول در ستون باقی نماند.

2. خارج نشدن نمک

– بین مراحل شستشو ، جریان باقیمانده را از لبه لوله بوسیله حوله کاغذی، جدا کنید

ستون مسدود شده

1. حداکثر مقدار بافت از مشخصات کیت فراتر می رود

– برای تعیین اینکه میزان مواد اولیه مطابق با مشخصات کیت می باشد ، به مشخصات کیت مراجعه کنید.

2. نمونه بسیار بزرگ است

– از مواد اولیه کمتری استفاده کنید. مشکل با افزایش g-Force و / یا سانتریفیوژ برای مدت زمان طولانی تر تا زمانی که لیزات از داخل ستون عبور کند حل می شود

This post is also available in:
English

Low yield

1. Incorrect starting material
– Refer to appendix 7 for information about cell counting and Table 2 for correct amount of starting material.

2. Incomplete cell wall distraction
– While using lysozyme, it may be needed to optimize lysozyme concentration and digestion time.
– While using mechanical disruption, it may be needed to lengthen the disruption duration.
– Freezing and thawing of the cell pellets treated by RNaseLag makes cell walls disruption easier.

3. Not harvesting cells during logarithmic phase
– For highest RNA yield, it is recommended to harvest cells at logarithmic growth phase.

4. Ethanol from the washing buffer is present at elution
– Preform another centrifugation before rehydration step to ensure no remaining of Ethanol on column.
– Carefully remove the column from the collection tube so that the column does not contact the flow-through.

5. RNA elution is incomplete
– Perform rehydration step once more, by adding another 30 µl rehydration buffer to column and before centrifugation, incubate 5 min at 60 ̊C.
– Check that all previous steps are done appropriately.

Degradation

1. RNase contamination
– All buffers have been tested and are guaranteed RNase-free. RNases can be introduced during use. Refer to Appendix 1 for more information.

Low 260/280 ratio

1. RNA was diluted in low pH water
– Use 10 mM Tris-HCl with pH ≥ 7.5, or nuclease-free water with pH ≥ 7.5.

2. DNA contamination
– Follow precisely the respective protocol, if RNA purification is still problematic further do DNase Treatment.

3. Protein contamination
– This is often due to exceeding the amount of starting material. Follow precisely the respective protocol; if RNA purification is still problematic further reduce the amount of starting material.

DNA contamination in downstream application

1. No DNase treatment
– Perform DNase treatment.

2. No incubation with TWB1
– Incubate the spin column for 5 min at room temperature after addition of TWB1 and before centrifuging

Not performing well in downstream application

1. Ethanol carryover
– Preform another centrifugation before rehydration step to ensure no remaining of Ethanol on column.

2. Salt carryover
– Between washing steps, eliminate remaining flow-through from the rim of collection tube, by blotting on clean paper towels.

Clogged Column

1. Maximum amount of starting material exceeds the kit specifications
– Refer to specifications to determine if amount of starting material falls within the kit specifications.

2. The sample is too large
– Use fewer starting material. The problem can be solved by increasing the g-force and/or centrifuging for a longer period until the lysate passes through the column.

3. Centrifuge at low temperature
– The centrifugation temperature should be 20–25°C. Make sure that the centrifuge temperature is set at 25°C.

This post is also available in:
English

Low yield

1. Inappropriate sample storage condition
– Avoid freezing and thawing of samples, which results in reducing RNA Yield.
– For better results, it is recommended to store sample in RNaseLag.

2. Incomplete cell lysis
– Too much starting material is resulting in low RNA yield. To optimize the results, refer to Table 2.

3. Insufficient disruption and homogenization
– As a guide for better disruption and homogenization, refer to sample preparation.

4. Ethanol from the washing buffer is present at elution
– Preform another centrifugation before rehydration step to ensure no remaining of ethanol on column.
– Carefully remove the column from the collection tube so that the column does not contact the flow-through.

5. RNA elution is incomplete
– Perform rehydration step once more, by adding another 30 µl rehydration buffer to column and centrifuge at 12000 for 1 min.
– Check that all previous steps are done appropriately.

Degradation

1. Too thick sample for stabilization
– Cut large samples into slices less than 5 mm thick for stabilization in RNaseLag.

2. Improper sample storage
– It is suggested to store sample at RNaseLag.

3. Frozen sample used for stabilization
– For stabilization in RNaseLag, Use fresh samples.

4. Storage duration in RNaseLag exceeded
– Refer to Table 4.

5. RNase contamination
– All buffers have been tested and are guaranteed RNase-free. RNases can be introduced during use. Refer to Appendix 1 for more information.

Low 260/280 ratio

1. Insufficient disruption and homogenization
– As a guide for better disruption and homogenization, refer to sample preparation.

2. RNA was diluted in low pH water
– Use 10 mM Tris-HCl with pH ≥ 7.5, or nuclease-free water with pH ≥ 7.5.

3. DNA contamination
– Follow precisely the respective protocol, If RNA purification is still problematic further do DNase
Treatment.

4. Protein contamination
– This is often due to exceeding the amount of starting material. Follow precisely the respective protocol, If RNA purification is still problematic further reduce the amount of starting material.

DNA contamination in downstream application

1. No DNase treatment
– Perform DNase treatment.

2. No incubation with TWB1
– Incubate the spin column for 5 min at Room Temperature after addition of TWB1 and before centrifuging

Not performing well in downstream application

1. Ethanol carryover
– Preform another centrifugation before rehydration step to ensure no remaining of ethanol on column.

2. Salt carryover
– Between washing steps, eliminate remaining flow-through from the rim of collection tube, by blotting on clean paper towels.

Clogged Column

1. Maximum amount of tissue exceeds kit specifications
– Refer to specifications to determine if amount of starting material falls within kit specifications.

2. The sample is too large
– Use fewer starting material. The problem can be solved by increasing the g-force and/or centrifuging for a longer period of time until the lysate passes through the column

3. Centrifuge at low temperature
– The centrifugation temperature should be 20–25°C. be sure that the centrifuge temperature is set at 25°C.

4. Centrifugation before adding ethanol is not performed (for animal tissue)
– Centrifuge the lyset before adding ethanol, and use supernatant for next step.

This post is also available in:
English

Low yield

1. Inappropriate sample storage condition
– Avoid freezing and thawing of samples, which results in reducing RNA Yield.
– For better results, it is recommended to store sample in RNaseLag.

2. Incomplete cell lysis
– Too much starting material results in low RNA yield. To optimize the results, refer to Table 2.

3. Insufficient disruption and homogenization
– If working with fibrous tissue, it is recommended to use RNJia Fibrous kit (Order by Cat No RN983024, RN983025 and RN983026)
– If working with bacteria, it is recommended to use RNJia Bacteria Kit (Order by Cat No RN983020, RN983021, RN983022 and RN983023)
– As a guide for better disruption and homogenization, based on sample type refer to suitable sample preparation guidelines.

4. Ethanol from the washing buffer is present at elution
– Preform another centrifugation before rehydration step to ensure no remaining of Ethanol on column.
– Carefully remove the column from the collection tube so that the column does not contact the flow-through.

5. RNA rehydration is incomplete
– Perform rehydration step once more, by adding another 30-50 µl nucleasefree water to column and before centrifugation, incubate 5 min at room temperature.
– Check that all previous steps are done appropriately.

Degradation

1. Too thick sample for stabilization
– Cut large samples into slices less than 5 mm thick for stabilization in RNaseLag.

2. Improper sample storage
– It is suggested to store sample in RNaseLag.

3. Frozen sample used for stabilization
– For stabilization in RNaseLag, Use fresh samples.

4. Storage duration in RNaseLag exceeded
– Refer to Table 4.

5. RNase contamination
– All buffers have been tested and are guaranteed RNase-free. RNases can be introduced during use. Refer to Appendix 1 for more information.

Low 260/280 ratio

1. Insufficient disruption and homogenization
– If working with fibrous tissue, it is recommended to use RNJia Fibrous Kit (Order by Cat No RN983024, RN983025 and RN983026)
– If working with bacteria, it is recommended to use RNJia Bacteria Kit (Order by Cat No RN983020, RN983021, RN983022 and RN983023)
– As a guide for better disruption and homogenization, based on sample type refer to suitable sample preparation guidelines.

2. RNA was diluted in low pH water
– Use 10 mM Tris-HCl with pH ≥ 7.5, or nuclease-free water with pH ≥ 7.5.

3. DNA contamination
– Follow precisely the respective protocol, If RNA purification is still problematic further do DNase Treatment.

4. Protein contamination
– This is often due to exceeding the amount of starting material. Follow precisely the respective protocol, If RNA purification is still problematic further reduce the amount of starting material.

DNA contamination in downstream application

1. No DNase treatment
– Perform DNase treatment.

2. No incubation with TWB1
– Incubate the spin column for 5 min at room temperature after addition of TWB1 and before centrifuging.

Not performing well in downstream application

1. Ethanol carryover
– Preform another centrifugation before rehydration step to ensure no remaining of Ethanol on column.

2. Salt carryover
– Between washing steps, eliminate remaining flow-through from the rim of collection tube, by blotting on clean paper towels.

Clogged Column

1. Maximum amount of tissue exceeded kit specifications
– Refer to specifications to determine if amount of starting material falls within kit specifications.

2. The sample is too large
– Use fewer starting material. The problem can be solved by increasing the g-force and/or centrifuging for a longer period of time until the lysate passes through the column

3. Centrifuge at low temperature
– The centrifugation temperature should be 20–25°C. Make sure that the centrifuge temperature is set at 25°C.

4. Centrifugation before adding Ethanol is not performed (for animal tissue)
– Centrifuge the lysate before adding Ethanol, and use supernatant for next step.

This post is also available in:
English

Low yield

1. Inappropriate sample storage condition
– Avoid freezing and thawing of samples, which results in reduced RNA Yield.
– For better results, it is recommended to store samples in RNaseLag.

2. Incomplete cell lysis
– Too much starting material results in low RNA yield. To optimize the results, refer to Table 2.

3. Ethanol from the washing buffer is present in elution
– Preform another centrifugation before rehydration step to ensure no remaining trace of Ethanol on column.
– Carefully remove the column from the collection tube so that the column does not contact the flow-through.

4. RNA elution is incomplete
– Perform rehydration step once more, by adding another 30-100 µl rehydration buffer to the column and before centrifugation, incubate 5 min at Room Temperature.
– Check that all previous steps are done appropriately.

Degradation

1. Too thick sample for stabilization
– Cut large samples into slices less than 5 mm thick for stabilization in RNaseLag

2. Improper sample storage
– It is suggested to store samples in RNaseLag, Refer to page 9.

3. Frozen sample used for stabilization
– For stabilization in RNaseLag, Use fresh samples.

4. Storage duration in RNaseLag exceeded
– Refer to Table 4.

5. RNase contamination
– All buffers have been tested and are guaranteed RNase-free. RNases can be introduced during use. Refer to Appendix 1 for more information.

Low 260/280 ratio

1. Insufficient disruption and homogenization
– As a guide for better disruption and homogenization, refer to sample preparation guidelines.

2. RNA was diluted in low pH water
– Use 10 mM Tris-HCl with pH ≥ 7.5, or nuclease-free water with pH ≥ 7.5.

3. DNA contamination
– Follow precisely the respective protocol, If RNA purification is still problematic further do DNase Treatment.
– RNSol pH might alter during storage. Check the RNSol pH it should be around 4.2.

4. Protein contamination
– This is often due to exceeding the amount of starting material. Follow precisely the respective protocol, If RNA purification is still problematic further reduce the amount of starting material.
– Remove the aqueous phase precisely.

DNA contamination in downstream application

1. No DNase treatment
– Perform DNase treatment.

2. No incubation with TWB1
– Incubate the spin column for 5 min at Room Temperature after addition of TWB1 and before centrifuging

3. Check RNSol pH
– RNSol pH might alter during storage. Check the RNSol pH it should be around 4.2.

Not performing well in downstream application

1. Ethanol carryover
– Preform another centrifugation before rehydration step to ensure no remaining of Ethanol on column.

2. Salt carryover
– Between washing steps, eliminate remaining flow-through from the rim of collection tube, by blotting on clean paper towels.

Clogged Column

1. Maximum amount of cells exceeds kit specifications
– Refer to specifications to determine if the amount of starting material falls within kit specifications.

2. The sample is too large
– Use fewer starting material. The problem can be solved by increasing the g-force and/or centrifuging for a longer period of time until the lysate passes through the column

This post is also available in:
English

Low yield

1. Inappropriate sample storage condition
– Avoid freezing and thawing of samples, which results in reduced RNA Yield.

2. Incomplete cell lysis
– Too much starting material results in low RNA yield. To optimize the results, refer to Table 2.

3. Ethanol from the washing buffer is present in elution
– Preform another centrifugation before rehydration step to ensure no remaining trace of Ethanol on column.
– Carefully remove the column from the collection tube so that the column does not contact the flow-through.

4. RNA elution is incomplete
– Perform rehydration step once more, by adding another 30-50 µl rehydration buffer to the column and before centrifugation, incubate 5 min at Room Temperature.
– Check that all previous steps are done appropriately.

Degradation

1. RNase contamination
– All buffers have been tested and are guaranteed RNasefree. RNases can be introduced during use. Refer to Appendix 1 for more information.

Low 260/280 ratio

1. Insufficient disruption and homogenization
– As a guide for better disruption and homogenization, refer to sample preparation guidelines.

2. RNA was diluted in low pH water
– Use 10 mM Tris-HCl with pH ≥ 7.5, or nuclease-free water with pH ≥ 7.5.

3. DNA contamination
– Follow precisely the respective protocol, If RNA purification is still problematic further do DNase Treatment.

4. Protein contamination
– This is often due to exceeding the amount of starting material. Follow precisely the respective protocol, If RNA purification is still problematic further reduce the amount of starting material.
– Remove the aqueous phase precisely.

DNA contamination in downstream application

1. No DNase treatment
– Perform DNase treatment.

2. No incubation with TWB1
– Incubate the spin column for 5 min at Room Temperature after addition of TWB1 and before centrifuging

Not performing well in downstream application

1. Ethanol carryover
– Preform another centrifugation before rehydration step to ensure no remaining of Ethanol on column.

2. Salt carryover
– Between washing steps, eliminate remaining flowthrough from the rim of collection tube, by blotting on clean paper towels.

Clogged Column

1. Maximum number of cells exceeded kit specifications
– Refer to specifications to determine if amount of starting material falls within kit specifications.

2. The sample is too much
– Use fewer starting material. The problem can be solved by increasing the g-force and/or centrifuging for a longer period of time until the lysate passes through the column.

3. Centrifuge at low temperature
– The centrifugation temperature should be 20– 25°C. Make sure that the centrifuge temperature is set at 25°C.

4. Centrifugation before adding Ethanol is not performed (for animal tissue)
– Centrifuge the lysate before adding Ethanol, and use supernatant for next step.

This post is also available in:
English

Low RNA yield

1. Carrier RNA not added to BFC
– Reconstitute carrier RNA in ERR and mix with BFC as described before. Repeat the purification process with new samples.

2. Carrier RNA is degraded
– After reconstitution in ERR, not stored at -15̊ C to -30 ̊C.
– Multiple freeze–thaw cycles. In each cases, reconstitute RNA carrier in ERR again and prepared new BFC. Then, repeat the procedure.

3. Multiple freeze–thaw cycles on sample
-Do not freeze and thaw sample more than once

4. Forget to add ethanol to lysate
– Repeat the procedure with new sample.

5. Low percentage ethanol used
– Repeat the procedure with new sample. Use 96–100% ethanol.

6. RNA degraded
– It may happen that RNA is degraded by RNases in the starting material (plasma, serum, body fluids). Use Nuclease-free water and make sure no RNase is presented during the procedure.

7. BWB1 or BWB2 prepared incorrectly
– Referred to some tips to know, check the BWB1 and BWB2 dilution process and repeat the procedure again.

8. BWB1 and BWB2 used in the wrong order
– Make sure to use BWB1 and BWB2 in write order.

RNA does not perform well in downstream applications

1. Too much carrier RNA in the eluate
– Determine the maximum amount of carrier RNA suitable for your RT-PCR. Adjust the concentration of carrier RNA added to BFC.

2. BWB1 and BWB2 used in the wrong order
– Make sure to use BWB1 and BWB2 in write order.

DNA contamination

1. Co-purification of genomic DNA
– To avoid co-purification of genomic DNA, use of cell-free body fluids. Samples containing cells, such as cerebrospinal fluid, bone marrow, urine and most swabs, should be made cell-free by centrifugation or filtration. If using centrifugation, pellet the cells for 10 min at 1500 x g and use supernatant for isolation of viral RNA.
– If DNA-free RNA is required, digest either the sample or the eluate with RNase-free DNase. DNase in the eluate must be inactivated by heat treatment (15 min, 70°C)

Clogged Column

1. Precipitates were not removed.
– When using plasma samples, remove visible Cryoprecipitates by centrifugation for 5 min at 3000 × g

2. Lysate not completely passed through the membrane
– Centrifuge for 1 min at full speed or until all the lysate has passed through the membrane.

This post is also available in:
English

Low yield

1. Inappropriate sample storage condition
– Avoid freezing and thawing of samples which results in reduced RNA Yield.
– For better results, it is recommended to store sample in RNaseLag.

2. Incomplete cell lysis
– Too much starting material results in low RNA yield. To optimize the results, refer to Table 2.

3. Insufficient disruption and homogenization
– As a guide for a better disruption and homogenization, refer to sample preparation guidelines.
– Decrease the amount of starting material.

4. Incomplete pellet rehydration
– Pipette the sample repeatedly

Degradation

1. Too thick sample for stabilization
– Cut large samples into slices less than 5 mm thick for stabilization in RNaseLag.

2. Improper sample storage
– It is suggested to store samples in RNaseLag.

3. Frozen samples used for stabilization
– For stabilization in RNaseLag, use fresh samples.

4. Storage duration in RNaseLag exceeded
– Refer to Table 4.

5. RNase contamination
– RNSol H Reagent has been tested and is guaranteed RNase-free. RNases can be introduced during use. Refer to Appendix 1 for more information.

Low 260/280 ratio

1. Insufficient disruption and homogenization
– Decrease the amount of starting material.
– As a guide for a better disruption and homogenization, refer to sample preparation guidelines.

2. Incompletely removed organic phase
– Do not pipette the entire aqueous phase, after phase separation.

3. RNA was diluted in low pH water
– Use 10 mM Tris-HCl with pH ≥ 7.5, or nuclease-free water with pH ≥ 7.5.

4. DNA contamination
– Follow precisely the respective protocol, If RNA purification is still problematic further do DNase Treatment.
– RNSol H pH might alter during storage. Check the RNSol H pH it should be around 4.2.

5. Protein contamination
– Remove the aqueous phase precisely.

DNA contamination in downstream application

1. No DNase treatment
– Perform DNase treatment.

2. Contamination from inter or down phase.
– Be careful while pipetting aqueous phase and just draw off upper phase.

Not performing well in downstream application

1. Ethanol carryover
– Before rehydrating the RNA pellet, let Ethanol to evaporate and air-dry the pellet.

This post is also available in:
English

Low yield

1. Inappropriate sample storage condition
– Avoid freezing and thawing of samples which results in reduced RNA Yield.
– For better results, it is recommended to store sample in RNaseLag.

2. Incomplete cell lysis
– Too much starting material results in low RNA yield. To optimize the results, refer to Table 2.

3. Insufficient disruption and homogenization
– As a guide for a better disruption and homogenization, refer to sample preparation guidelines.
– Decrease the amount of starting material.

4. Incomplete pellet rehydration
– Pipette the sample repeatedly

Degradation

1. Too thick sample for stabilization
– Cut large samples into slices less than 5 mm thick for stabilization in RNaseLag.

2. Improper sample storage
– It is suggested to store samples in RNaseLag.

3. Frozen samples used for stabilization
– For stabilization in RNaseLag, use fresh samples.

4. Storage duration in RNaseLag exceeded
– Refer to Table 4.

5. RNase contamination
– RNSol H Reagent has been tested and is guaranteed RNase-free. RNases can be introduced during use. Refer to Appendix 1 for more information.

Low 260/280 ratio

1. Insufficient disruption and homogenization
– Decrease the amount of starting material.
– As a guide for a better disruption and homogenization, refer to sample preparation guidelines.

2. Incompletely removed organic phase
– Do not pipette the entire aqueous phase, after phase separation.

3. RNA was diluted in low pH water
– Use 10 mM Tris-HCl with pH ≥ 7.5, or nuclease-free water with pH ≥ 7.5.

4. DNA contamination
– Follow precisely the respective protocol, If RNA purification is still problematic further do DNase Treatment.
– RNSol pH might alter during storage. Check the RNSol pH it should be around 4.2.

5. Protein contamination
– Remove the aqueous phase precisely.

DNA contamination in downstream application

1. No DNase treatment
– Perform DNase treatment.

2. Contamination from inter or down phase.
– Be careful while pipetting aqueous phase and just draw off upper phase.

Not performing well in downstream application

1. Ethanol carryover
– Before rehydrating the RNA pellet, let Ethanol to evaporate and air-dry the pellet.

This post is also available in:
English

Low yield

1. Inappropriate sample storage condition
– Avoid freezing and thawing of samples, which results in reduced RNA Yield.
– For better results, it is recommended to store samples in RNaseLag.

2. Incomplete cell lysis
– Too much starting material results in low RNA yield. To optimize the results, refer to Table 2.

3. Ethanol from the washing buffer is present in elution
– Preform another centrifugation before rehydration step to ensure no remaining trace of Ethanol on column.
– Carefully remove the column from the collection tube so that the column does not contact the flow-through.

4. RNA elution is incomplete
– Perform rehydration step once more, by adding another 30-100 µl rehydration buffer to the column and before centrifugation, incubate 5 min at Room Temperature.
– Check that all previous steps are done appropriately.

Degradation

1. Too thick sample for stabilization
– Cut large samples into slices less than 5 mm thick for stabilization in RNaseLag.

2. Improper sample storage
– It is suggested to store samples in RNaseLag, Refer to page 9.

3. Frozen sample used for stabilization
– For stabilization in RNaseLag, Use fresh samples.

4. Storage duration in RNaseLag exceeded
– Refer to Table 4.

5. RNase contamination
– All buffers have been tested and are guaranteed RNase-free. RNases can be introduced during use. Refer to Appendix 1 for more information.

Low 260/280 ratio

1. Insufficient disruption and homogenization
– As a guide for better disruption and homogenization, based on sample type refer to sample preparation guidelines.

2. RNA was diluted in low pH water
– Use 10 mM Tris-HCl with pH ≥ 7.5, or nuclease free water with pH ≥ 7.5.

3. DNA contamination
– Follow precisely the respective protocol, If RNA purification is still problematic further do DNase Treatment.
– RNSol pH might alter during storage. Check the RNSol pH it should be around 4.2.

4. Protein contamination
– This is often due to exceeding the amount of starting material. Follow precisely the respective protocol, If RNA purification is still problematic further reduce the amount of starting material.
– Remove the aqueous phase precisely.

DNA contamination in downstream application

1. No DNase treatment
– Perform DNase treatment.

2. No incubation with TWB1
– Incubate the spin column for 5 min at Room Temperature after addition of TWB1 and before centrifuging

3. Check RNSol pH
– RNSol pH might alter during storage. Check the RNSol pH it should be around 4.2.

Not performing well in downstream application

1. Ethanol carryover
– Preform another centrifugation before rehydration step to ensure no remaining of Ethanol on column.

2. Salt carryover
– Between washing steps, eliminate remaining flow-through from the rim of collection tube, by blotting on clean paper towels.

Clogged Column

1. Maximum amount of tissue exceeds kit specifications
– Refer to specifications to determine if the amount of starting material falls within kit specifications.

2. The sample is too large
– Use fewer starting material. The problem can be solved by increasing the g-force and/or centrifuging for a longer period of time until the lysate passes through the column

This post is also available in:
English

Low yield

1. Inappropriate sample storage condition
– Avoid freezing and thawing of samples, which results in reduced RNA Yield.
– For better results, it is recommended to store samples in RNaseLag.

2. Incomplete cell lysis
– Too much starting material results in low RNA yield. To optimize the results, refer to Table 2.

3. Ethanol from the washing buffer is present in elution
– Preform another centrifugation before rehydration step to ensure no remaining trace of Ethanol on column.
– Carefully remove the column from the collection tube so that the column does not contact the flow-through.

4. RNA elution is incomplete
– Perform rehydration step once more, by adding another 30-100 µl rehydration buffer to the column and before centrifugation, incubate 5 min at Room Temperature.
– Check that all previous steps are done appropriately.

Degradation

1. Too thick sample for stabilization
– Cut large samples into slices less than 5 mm thick for stabilization in RNaseLag.

2. Improper sample storage
– It is suggested to store samples in RNaseLag, Refer to page 9.

3. Frozen sample used for stabilization
– For stabilization in RNaseLag, Use fresh samples.

4. Storage duration in RNaseLag exceeded
– Refer to Table 4.

5. RNase contamination
– All buffers have been tested and are guaranteed RNase-free. RNases can be introduced during use. Refer to Appendix 1 for more information.

Low 260/280 ratio

1. Insufficient disruption and homogenization
– As a guide for better disruption and homogenization, based on sample type refer to sample preparation guidelines.

2. RNA was diluted in low pH water
– Use 10 mM Tris-HCl with pH ≥ 7.5, or nuclease free water with pH ≥ 7.5.

3. DNA contamination
– Follow precisely the respective protocol, If RNA purification is still problematic further do DNase Treatment.
– RNSol pH might alter during storage. Check the RNSol pH it should be around 4.2.

4. Protein contamination
– This is often due to exceeding the amount of starting material. Follow precisely the respective protocol, If RNA purification is still problematic further reduce the amount of starting material.
– Remove the aqueous phase precisely.

DNA contamination in downstream application

1. No DNase treatment
– Perform DNase treatment.

2. No incubation with TWB1
– Incubate the spin column for 5 min at Room Temperature after addition of TWB1 and before centrifuging

3. Check RNSol pH
– RNSol pH might alter during storage. Check the RNSol pH it should be around 4.2.

Not performing well in downstream application

1. Ethanol carryover
– Preform another centrifugation before rehydration step to ensure no remaining of Ethanol on column.

2. Salt carryover
– Between washing steps, eliminate remaining flow-through from the rim of collection tube, by blotting on clean paper towels.

Clogged Column

1. Maximum amount of tissue exceeds kit specifications
– Refer to specifications to determine if the amount of starting material falls within kit specifications.

2. The sample is too large
– Use fewer starting material. The problem can be solved by increasing the g-force and/or centrifuging for a longer period of time until the lysate passes through the column

This post is also available in:
English

Low yield

1. Inappropriate sample storage condition
– Avoid freezing and thawing of samples, which results in reduced RNA Yield.
– For better results, it is recommended to store samples in RNaseLag.

2. Incomplete cell lysis
– Too much starting material results in low RNA yield. To optimize the results, refer to Table 2.

3. Ethanol from the washing buffer is present in elution
– Preform another centrifugation before rehydration step to ensure no remaining trace of Ethanol on column.
– Carefully remove the column from the collection tube so that the column does not contact the flow-through.

4. RNA elution is incomplete
– Perform rehydration step once more, by adding another 30-100 µl rehydration buffer to the column and before centrifugation, incubate 5 min at Room Temperature.
– Check that all previous steps are done appropriately.

Degradation

1. Too thick sample for stabilization
– Cut large samples into slices less than 5 mm thick for stabilization in RNaseLag.

2. Improper sample storage
– It is suggested to store samples in RNaseLag, Refer to page 9.

3. Frozen sample used for stabilization
– For stabilization in RNaseLag, Use fresh samples.

4. Storage duration in RNaseLag exceeded
– Refer to Table 4.

5. RNase contamination
– All buffers have been tested and are guaranteed RNase-free. RNases can be introduced during use. Refer to Appendix 1 for more information.

Low 260/280 ratio

1. Insufficient disruption and homogenization
– As a guide for better disruption and homogenization, refer to sample preparation guidelines.

2. RNA was diluted in low pH water
– Use 10 mM Tris-HCl with pH ≥ 7.5, or nuclease free water with pH ≥ 7.5.

3. DNA contamination
– Follow precisely the respective protocol, If RNA purification is still problematic further do DNase Treatment.
– RNSol pH might alter during storage. Check the RNSol pH it should be around 4.2.

4. Protein contamination
– This is often due to exceeding the amount of starting material. Follow precisely the respective protocol, If RNA purification is still problematic further reduce the amount of starting material.
– Remove the aqueous phase precisely.

DNA contamination in downstream application

1. No DNase treatment
– Perform DNase treatment.

2. No incubation with TWB1
– Incubate the spin column for 5 min at Room Temperature after addition of TWB1 and before centrifuging

3. Check RNSol pH
– RNSol pH might alter during storage. Check the RNSol pH it should be around 4.2.

Not performing well in downstream application

1. Ethanol carryover
– Preform another centrifugation before rehydration step to ensure no remaining of Ethanol on column.

2. Salt carryover
– Between washing steps, eliminate remaining flow-through from the rim of collection tube, by blotting on clean paper towels.

Clogged Column

1. Maximum amount of tissue exceeds kit specifications
– Refer to specifications to determine if the amount of starting material falls within kit specifications.

2. The sample is too large
– Use fewer starting material. The problem can be solved by increasing the g-force and/or centrifuging for a longer period of time until the lysate passes through the column

This post is also available in:
English

DNA “smear “in the gel tracks; Background bands; Nonspecific PCR products

1. DNA concentration problem
– Check the DNA concentration is neither too high nor low. Aim for between 50 – 100ng of DNA per reaction.

2. Impure or degraded DNA
– Measure OD260/OD280 (a quotient of 1.8 is optimal) and evaluate on agarose gel. Reextract DNA if necessary.

3. Contamination
– Check Negative Control. Check sample DNA and re-extract if necessary. Use filter tips.

4. Incorrect amplification conditions
– Check the thermocycler.

5. Primer dimer bands evaluated as positive specific reactions
– Check band sizes.

Weak bands reactions

1. Suppression of Use of insufficient amount of DNA
– Double the amount of DNA (reduce dH2O in preparation); use around 100 ng DNA per PCR preparation

2. Impure or degraded DNA
– Measure OD260/OD280 (a quotient of 1.8 is optimal) and evaluate on agarose gel. Reextract DNA if necessary.

3. Master mix or Sample DNA not added to PCR Mix
– Repeat PCR.

4. Insufficient mixing of the DNA or reactions
– Dissolve DNA at 37-65°C. Vortex well after preparing the master mix.

5. Tubes not correctly sealed
– Check the seal of the tube.

6. Incorrect amplification conditions
– Check the thermocycler.

7. PCR inhibitors such as ethanol, hemoglobin, heparin, beads contained in preparation.
– Use EDTA or citrate blood as base material; (after the DNA pellet has been washed with ethanol, ensure that it is sufficiently dry).
8. pH value of the DNA solution is too acidic (PCR cocktail changes color after adding DNA)
– Precipitate DNA once more and dissolve in nuclease free water.

9. PCR product leaked out of gel pocket
– Correct gel preparation with straight pipette tips.

Bands in the PCR mix of the negative control

1. By mistake DNA was pipeted into the mix of the negative control
– Possibly repeat preparation or make a note of it in the evaluation documents

2. Contamination of the reagents
– Exchange reagents

Amplification pattern is not interpretable

1. Incorrect interpretation of an artefact as a specific band
– Check the specific Interpretation Tables for correct band size.
– Check if all specific amplifications are correct in size or if an artefact (carry-over, primer dimer) has been misinterpreted as an amplification

2. Reactions loaded in the incorrect order
– Check alignment of PCR and gel lanes.

3. Individual PCR failure
– Check all internal positive controls are present. Reinterpret without any missing reactions.

4. Small amplicons missing
– Electrophoresed too far, small amplicons have run off the end of the gel, or past the ethidium bromide front, or are dispersed by entering preceding gel well. Use electrophoresis conditions suitable for your gel system.

5. New allele identified in sample
– New alleles may occasionally be discovered that may give rise to an amplification pattern that does not correspond to an existing allele(s). Please contact ROJE Technical Support Team.

This post is also available in:
English

DNA “smear “in the gel tracks; Background bands; Nonspecific PCR products

1. DNA concentration problem
– Check the DNA concentration is neither too high nor low. Aim for between 50 – 100ng of DNA per reaction.

2. Impure or degraded DNA
– Measure OD260/OD280 (a quotient of 1.8 is optimal) and evaluate on agarose gel. Reextract DNA if necessary.

3. Contamination
– Check negative control. Check sample DNA and re-extract if necessary. Use filter tips.

4. Incorrect amplification conditions
– Check the thermocycler.

5. Primer dimer bands evaluated as positive specific reactions
– Check band sizes.

Weak bands; Suppression of reactions

1. Use of insufficient amount of DNA.
– Double the amount of DNA (reduce dH2O in preparation); use around 100 ng DNA per PCR preparation

2. Impure or degraded DNA
– Measure OD260/OD280 (a quotient of 1.8 is optimal) and evaluate on agarose gel. Reextract DNA if necessary.

3. Master mix or Sample DNA not added to PCR Mix
– Repeat PCR.

4. Insufficient mixing of the DNA or reactions
– Dissolve DNA at 37-65°C. Vortex well after preparing the master mix.

5. Tubes not correctly sealed
– Check the seal of the cover strips or PCR mat (use press-on mat).

6. Incorrect amplification conditions
– Check the thermocycler.

7. PCR inhibitors such as ethanol, hemoglobin, heparin, beads contained in preparation.
– Use EDTA or citrate blood as base material; (after the DNA pellet has been washed with ethanol, ensure that it is sufficiently dry).
8. pH value of the DNA solution is too acidic (PCR cocktail changes color after adding DNA)
– Precipitate DNA once more and dissolve in nuclease free water.

9.PCR product leaked out of gel pocket
– Correct gel preparation with straight pipette tips.

Bands in the PCR mix of the negative control

1. By mistake DNA was pipeted into the mix of the negative control
– Possibly repeat preparation or make a note of it in the evaluation documents

2. Contamination of the reagents
– Exchange reagents

Amplification pattern is not interpretable

1. Incorrect interpretation of an artefact as a specific band
– Check the specific Interpretation Tables for correct band size.
– Check if all specific amplifications are correct in size or if an artefact (carry-over, primer dimer) has been misinterpreted as an
amplification

2. Reactions loaded in the incorrect order
– Check alignment of PCR and gel lanes.

3. Individual PCR failure
– Check all internal positive controls are present. Reinterpret without any missing reactions.

4. Small amplicons missing
– Electrophoresed too far, small amplicons have run off the end of the gel, or past the ethidium bromide front, or are dispersed by entering preceding gel well. Use electrophoresis conditions suitable for your gel system.

5. New allele identified in sample
– New alleles may occasionally be discovered that may give rise to an amplification pattern that does not correspond to an existing allele(s). Please contact ROJE Technical Support Team.

This post is also available in:
English

No PCR Product

1. Handling error
– Repeat the PCR carefully.

2. Too high incubation temperature
– Reverse transcriptase should be done at 42°C. Check the temperature of your heating block or water bath or your thermal cycler.
3. Starting sample degraded
– If RNA degraded, the RNA integrity may be affected.

4. Problem with starting sample
– Check starting material quality and storage concentration and quantity. Repeat the PCR with new dilution.

5. Not optimal primer concentration
– Repeat the PCR with different primer concentrations.

6. Not optimal Mg2+ concentration
– Repeat PCR condition with different final concentrations of Mg2+ from 1.5–5.0 mM (in 0.5 mM increments) using a 25 mM MgCl2 solution.

7. PCR Program
– Optimize PCR condition by changing annealing temperature.

8. Too short extension time
– Increase the extension time by increments of 1 min.

9. Not professional primer design
– As a guide refer to Appendix 3.

10. Problems with thermal cycler
– Check the power that the thermal cycler has been correctly programmed.

Smear PCR product

1. Too much starting material
– Make serial dilutions of sample. and perform PCR using serial dilutions

2. Too much enzyme concentration
– Use 2.5-5.0 units of Taq DNA Polymerase per 50-µl reaction

3. Not optimal Mg2+ concentration
– Perform PCR with different final concentrations of Mg2+ from 1.5– 5.0 mM.

4. Not professional primer design
– As a guide refer to Appendix 3.

This post is also available in:
English